AbMole动物建模攻略丨DSS 诱导构建大小鼠结肠炎模型的剂量与方案

DSS（Dextran sulfate sodium salt，葡聚糖硫酸钠盐）是大鼠/小鼠结肠炎模型造模的经典工具，具有使用简便、造模快速且经济等优势，广泛适用于大/小鼠以及各类基因编辑鼠中结肠炎模型的构建。

一、Dextran sulfate sodium salt诱导结肠炎的原理与分子量的选择

DSS（CAS No.：9011-18-1）是一种带负电的多糖，分子量（MW）变化很大，范围在5到1400 kDa之间，呈螺旋结构，DSS会影响动物肠道屏障的完整性，使促炎细菌或肠道内容物渗透到下层组织。这些病原体随后刺激先天淋巴细胞反应，分泌促炎细胞因子和趋化因子，从而引发炎症性巨噬细胞和中性粒细胞的涌入[1]，最终发展成结肠炎。

DSS（葡聚糖硫酸钠盐，Dextran sulfate sodium salt）的分子量对大/小鼠结肠炎造模效果影响较大，大分子量的DSS（如超过100 Kda）的肠道穿透能力受限，因此不常用于结肠炎的造模，而小分子的DSS（如低于5 Kda）尽管穿透能力较强，但对肠道屏障影响较小，目前多用于轻症型大/小鼠结肠炎模型的构建。主流实验中，主要选择分子量为36-50 KDa的DSS（葡聚糖硫酸钠盐）进行动物结肠炎的构建，其炎症诱导效果最为稳定，一般以1~5 %的比例加入饮用水中，能快速诱导出大/小鼠结肠炎模型。

二、DSS诱导结肠炎时动物模型的种系选择

C57BL/6和BALB/c是小鼠结肠炎模型中最常用到的近交品系，其中C57BL/6J 小鼠为Th1/Th17免疫偏向品系，炎症持续性强，非常适合构建急性结肠炎、慢性复发性结肠炎，DSS的推荐使用浓度 1.5%~3.0%。BALB/c小鼠呈Th2 免疫偏向，炎症自限性强，需要更高浓度的DSS才能达到与C57BL/6小鼠相近程度的炎症反应，多用于急性肠炎研究或肠道黏膜修复研究，一般难以形成慢性结肠炎模型[1]。除近交系外，CD-1、ICR等外交小鼠株，也易发生炎症，也可用于建立结肠炎模型。

Sprague-Dawley（SD）和Wistar则是大鼠结肠炎模型中较常用到的品系，其主要优势在于：便于多次采血、重复内镜、结肠造瘘、局部给药、埋置缓释泵等复杂的实验操作。

除了常规模式动物，各类基因编辑鼠（GEM）也可使用DSS构建结肠炎模型，多用于研究肠炎发生过程中某些免疫调节相关分子（如TLR、IL-12、IRF-1等）的作用。

三、DSS诱导结肠炎的一般实验步骤

1. 实验材料准备

• DSS （葡聚糖硫酸钠盐），分子量为36-50 KDa

• C57BL/6或BALB/c小鼠（8周龄左右），雌雄均可，雄性炎症发作更快、症状更重，每组 5~10 只。

• 大鼠模型则选用SD或者Wistar大鼠

• 备注：基因编辑鼠优先选用同窝仔鼠，排除菌群、遗传背景干扰。

2. DSS的配制

• 溶剂：建议使用去离子或超纯水，避免水质干扰。

• 配制方法：按质量体积比（w/v）称量DSS粉末，加入超纯水，室温磁力搅拌，直至完全澄清、无肉眼可见沉淀，随后经过0.22 μm滤膜（针头式过滤器）过滤除菌后保存于2-8℃环境中。

• 备注：Dextran sulfate sodium salt水溶液应现配现用，严禁高温高压灭菌 DSS 溶液（高温降解多糖，丧失致炎活性）。饮水瓶每48 h 更换一次新鲜 DSS 溶液；若溶液变浑浊（微生物滋生），请立即更换。单笼投放量：5 只小鼠一般配 100 mL DSS 溶液，满足 2~3 天饮用。如实验对象为大鼠，推荐2 只/笼，每笼配制 150 mL DSS 溶液。

针对不同模型动物，DSS的用量存在差异，本文结尾处的附表1中列出了部分文献动物模型中的DSS使用剂量和方案。

3. 给药方式与剂量

自由饮水是 DSS 结肠炎模型的标准给药方式，有利于DSS 持续作用于结肠，一般不推荐注射给药。

3.1 大/小鼠急性结肠炎模型

• 给药方案：大/小鼠适应性饲养 7 天后，替换为对应浓度的 DSS饮水（根据要构建的炎症程度不同选择对应浓度），连续自由饮用 7 天。

• 实验终点：DSS 给药第5~10 天（或大/小鼠体重下降 20%~30% 时）处死检测。

• 表型特征：体重下降、腹泻、肉眼血便、结肠缩短、黏膜糜烂、中性粒细胞大量浸润。

针对不同炎症程度的小鼠急性结肠炎模型，Dextran sulfate sodium salt的推荐浓度如下：

• 轻度急性炎症：1.5%~2.0% DSS

• 中度急性炎症：2.0%~2.5% DSS

• 重度急性炎症（一般为BALB/c小鼠）：2.5%~5.0% DSS

针对大鼠急性结肠炎模型，Dextran sulfate sodium salt的推荐浓度如下：

• SD或Wistar大鼠，3%-5% DSS自由饮水5-10天（首次建议3%，7天），每日监测体重。

3.2 大/小鼠慢性或复发性结肠炎模型

小鼠采用循环给药法（该模型优先选用C57BL/6）：

• 单轮循环：2% 的DSS 饮水 7 天 → 无菌纯水恢复 7~10 天[2]；

• 重复4 个完整循环，总周期约 8~12 周；

• 表型特征：炎症反应长期存在、肠壁增厚、组织纤维化、单核细胞浸润为主，无明显自愈性。

大鼠同样采用循环给药法（一般选用Wistar大鼠）：

• 2.0 % ~ 2.5 % DSS自由饮水7天，换正常饮水7 ~ 14天，重复3-4个周期，总时长约8-12周。

3.3 肠道损伤修复模型（该模型优先选用 BALB/c 小鼠）

• 造模： 高浓度DSS（3%~5.0%）连续饮用7 d构建急性损伤[3]；

• 修复阶段：更换为无菌纯水，分别在停药后的不同阶段分批取材，观测肠道上皮再生、紧密连接修复。

4. 大/小鼠指标观测

• 每日称量大/小鼠体重，并根据耳标记录；

• 每日观察粪便性状，记录便血情况（可通过粪便隐血试剂盒检测）；

还可通过ELISA实验检测粪便炎症标志物：粪脂质运载蛋白 2，该方法灵敏度高，无需处死动物，可提前判断炎症发作时间。

备注：可以对大/小鼠的各项指标进行打分即DAI评分，对动物体重、粪便性状、动物便血情况等进行打分。DAI总分为0 分：完全无炎症；12 分：极重度结肠炎。

5. 大/小鼠处死与离体组织分析

5.1 大/小鼠处死前预处理（选做，非必需）：

• BrdU 标记：处死前 4 h 和 24 h 腹腔注射 BrdU，用于检测结肠上皮细胞增殖与迁移。

• 动物肠道通透性检测（肠漏）：处死前 4 h 禁食；处死前 3 h 按 0.6 ~ 0.75 mg/g 体重灌胃 4 kDa FITC-葡聚糖（FITC-Dextran），3 h 后采血，通过血清荧光强度计算肠道通透性。

5.2 大/小鼠解剖与标本采集

• 大/小鼠麻醉/安乐死后，沿腹中线剖开。

• 摘取动物脾脏称重：脾脏肿大程度与炎症、贫血正相关。

• 分离动物肠系膜淋巴结，用于免疫细胞、细菌易位检测。

• 剥离动物的结肠（从回盲部至肛门）：拉直测量长度（禁止拉伸），拍照记录；预冷 PBS 冲洗肠腔粪便。

备注：大/小鼠急性炎症特征为结肠重量减轻、肠壁变薄；慢性炎症特征为结肠重量增加、肠壁增厚。

5.3 大/小鼠组织分块与保存（建议分区使用，避免浪费）

• 大/小鼠近端结肠：冻存（-80 ℃），用于MPO 活性检测（中性粒细胞浸润标志物）。

• 中段结肠：置于RNA保存液中，用于 qPCR 检测炎症因子（TNF-α、IL-6、IL-1β 等）。

• 远端结肠：10% 福尔马林固定，用于 HE 染色、病理评分；若需观察黏液层和杯状细胞推荐使用 Carnoy 固定液。

备注：不同组之间的同一个指标分析时，要注意统一截取相同肠段开展实验。

5.4 造模成功判定标准

(1) 大体形态

模型组鼠的结肠长度较对照组显著缩短、黏膜充血糜烂、肠内容物为血性稀便；脾脏肿大。

(2) 组织病理变化

典型病变特征为杯状细胞减少、上皮糜烂/溃疡、隐窝脓肿、中性粒细胞/单核细胞浸润增多。

备注：还可依据上皮损伤、黏膜/黏膜下/肌层炎症浸润打分，分值越高炎症越重。

(3) 生化与分子指标

• MPO 活性：结肠组织MPO活性显著升高；

• 炎症因子：结肠组织促炎因子 mRNA/蛋白显著上调；

• 肠道屏障：FITC-葡聚糖通透性升高，紧密连接蛋白（ZO-1）表达下降；

• 血清标志物：脂质运载蛋白2浓度升高。

范例详解

Cell Res. 2025 Aug;35(8):568-587.

复旦大学、西湖大学的研究团队在上述研究中使用了AbMole的（Dextran sulfate sodium salt，葡聚糖硫酸钠盐）构建了小鼠慢性结肠炎模型，小鼠种系：C57BL/6J小鼠（6周龄雄性），建模方法：将2% DSS（w/v）加入饮用水中，连续给予3个周期，每个周期为DSS处理7天后换用正常饮水1周（共约4周），以诱导慢性结肠炎。结果表征：DSS处理导致小鼠结肠明显缩短（结肠长度显著减少），表明成功诱导了结肠炎；此外，DSS处理小鼠的血清IL-18水平显著升高（约2-3倍），证实慢性炎症状态下IL-18持续上调。

参考文献及鸣谢

[1] Yang, C.; Merlin, D. Unveiling Colitis: A Journey through the Dextran Sodium Sulfate-induced Model. Inflammatory Bowel Diseases 2024, 30 (5), 844-853.

[2] Gaikwad, S.; Jalgaonkar, S.; Tripathi, R. J. C. Gastroprotective Effects of S-Adenosyl-L-Methionine Through Its Antioxidant and Anti-inflammatory Properties on Dextran Sulfate Sodium-Induced Chronic Colitis in Swiss Albino Mice. 2025, 17 (6).

[3] Zhou, H.; Zhang, H. J.; Guan, L.; et al. Mechanism and therapeutic effects of Saccharomyces boulardii on experimental colitis in mice. 2018, 18 (6), 5652-5662.

[4] Xu, X.; Lin, S.; Yang, Y.; et al. Histological and ultrastructural changes of the colon in dextran sodium sulfate-induced mouse colitis. Experimental and therapeutic medicine 2020, 20 (3), 1987-1994.

[5] Karlsson, C.; Höög, J. O. Zinc coordination in mammalian sorbitol dehydrogenase. Replacement of putative zinc ligands by site-directed mutagenesis. European journal of biochemistry 1993, 216 (1), 103-107.

[6] Cochran, K. E.; Lamson, N. G.; Whitehead, K. A. J. P. Expanding the utility of the dextran sulfate sodium (DSS) mouse model to induce a clinically relevant loss of intestinal barrier function. 2020, 8, e8681.

[7] .

[8] Sun, H.; Yao, X.; Jiao, Y.; et al. DNA remnants in red blood cells enable early detection of cancer. Cell research 2025, 35 (8), 568-587.

[9] Mighani, L.; Eilakinezhad, M.; Esmaeili, S.-A.; et al. Immunomodulatory effect of Dicrocoelium dendriticum ova on DSS-induced experimental colitis in C57BL/6 mouse. Scientific reports 2024, 14 (1), 24180.

[10] Wu, K.; Shao, S.; Dong, Y.-t.; et al. Spinal astrocyte-derived M-CSF mediates microglial reaction and drives visceral hypersensitivity following DSS-induced colitis. Neuropharmacology 2025, 270, 110373.

[11] Taghipour, N.; Molaei, M.; Mosaffa, N.; et al. An experimental model of colitis induced by dextran sulfate sodium from acute progresses to chronicity in C57BL/6: correlation between conditions of mice and the environment. Gastroenterology and hepatology from bed to bench 2016, 9 (1), 45-52.

[12] Perše, M.; Cerar, A. Dextran sodium sulphate colitis mouse model: traps and tricks. Journal of biomedicine & biotechnology 2012, 2012, 718617.

[13] Wang, R.; Feng, B.; Yao, Q.; et al. Human placenta mesenchymal stromal cells alleviate intestinal inflammation and repair intestinal barrier function by activating AMPK-FXR pathway. Communications Biology 2025, 8 (1), 830.

[14] Feng, Y.; Yuan, Q.; Zuniga, A.; et al. Optimized mouse model to induce colitis-associated colon cancer using azoxymethane and dextran sulfate sodium for tumor immunology and therapy studies. 2025, (221), e68351.

[15] López-Estévez, S.; Gris, G.; de la Puente, B.; et al. Intestinal inflammation-associated hypersensitivity is attenuated in a DSS model of colitis in Sigma-1 knockout C57BL/6 mice. 2021, 143, 112126.

[16] Yoo, W.; Shealy, N. G.; Zieba, J. K.; et al.SalmonellaTyphimurium expansion in the inflamed murine gut is dependent on aspartate derived from ROS-mediated microbiota lysis. Cell Host & Microbe 2024, 32 (6), 887-899.e886.

[17] Okada, Y.; Maeda, N.; Takakura, S.; et al. Tacrolimus ameliorates dextran sulfate sodium-induced colitis in mice: implication of interferon-γ and interleukin-1β suppression. Biological & pharmaceutical bulletin 2011, 34 (12), 1823-1827.

[18] Park, S. H.; Kang, J.; Lee, J.-Y.; et al. Neuroinflammation in adaptive immunodeficient mice with colitis-like symptoms. 2025, 34 (1), 34.

[19] %J, 佐. Expression of glycoprotein nonmetastatic melanoma protein B in macrophages infiltrating injured mucosa is associated with severity of experimental colitis in mice. 2015.

[20] Sasaki, F.; Kumagai, K.; Uto, H.; et al. Expression of glycoprotein nonmetastatic melanoma protein B in macrophages infiltrating injured mucosa is associated with the severity of experimental colitis in mice. 2015, 12 (5), 7503-7511.

[21] Larrosa, M.; Yañéz-Gascón, M. J.; Selma, M. V.; et al. Effect of a low dose of dietary resveratrol on colon microbiota, inflammation and tissue damage in a DSS-induced colitis rat model. Journal of agricultural and food chemistry 2009, 57 (6), 2211-2220.

[22] Rajendiran, V.; Natarajan, V.; Devaraj, S. N. Anti-inflammatory activity of Alpinia officinarum hance on rat colon inflammation and tissue damage in DSS induced acute and chronic colitis models. Food Science and Human Wellness 2018, 7 (4), 273-281.