专家点评Science丨人逆转座子LINE-1靶向转座的重要机制

点评丨李国红（武汉大学生命科学学院/中国科学院生物物理研究所）

大闹天宫的孙悟空被镇压在五指山下数百年，而后得以在“紧箍咒”的驯化下完成西天取经的重要使命。逆转座子（retrotransposon）是“封印”在人类基因组中的元件，它们是源自远古病毒、可以在基因间“跳跃”从而对基因组稳定性产生严重危害的。经过漫长的进化，如今还有一部分逆转座子在人体表观遗传调控的“驯导”下保留活性。在生命早期的发育阶段，它们被“唤醒”，参与建立和重塑表观遗传调控网络，是胚胎发育过程中不可或缺的力量（BioArt 报道： ），而在成熟体细胞中则以异染色质的形式被深深“封印 ”。然而，当细胞遭受病毒感染，或者在癌变、衰老等背景下，表观遗传修饰的“枷锁”遭到破坏，逆转座子会被异常激活，严重破坏基因组稳定性【1, 2】。

绝大部分逆转座子并不具备自主转座的能力，其转座过程依赖于唯一能编码逆转座酶的LINE-1元件【3】。LINE-1在基因组中占比高达17%，它以RNA为中间体逆转录生成互补DNA（cDNA），通过“复制—粘贴”的形式将自身和其他逆转座子序列插入至新的基因位置。研究表明，LINE-1在多种癌症中高表达，引发大量插入突变和基因组紊乱，因而被视为癌症诊断和治疗的重要潜在靶标【4】。然而，长期以来关于LINE-1转座机制及其在疾病中的作用等研究进展缓慢。

2025年10月9日，中国科学院生物物理研究所许瑞明、金文星联合朱冰、薛愿超研究组合作在Science杂志上发表论文

Mechanism of DNA targeting by human LINE-1

首先，研究人员利用真核细胞表达体系纯化出处于活跃工作状态的LINE-1 ORF2p逆转座复合物，并解析了一系列高分辨率冷冻电镜结构。从结构中明确了逆转录酶RT以RNA为模版合成cDNA的关键催化位点，并结合高通量测序方法鉴定出其偏好结合的RNA底物。同时，结构中发现了一个新型DNA结合域——富含正电氨基酸残基的platform结构域。其通过表面强电荷与基因组DNA的骨架形成大面积的强效结合。而核酸切割酶（EN）则呈现高度动态的构象特征，提示其在识别与切割DNA时具有一定的灵活性。随后，研究人员首次建立了高效的LINE-1体外DNA切割实验体系。结果显示，EN在切割含有典型识别基序TTTT/A的完美双链DNA底物时活性极低。这一现象与以往发表的论文结果一致，此前普遍被解释为缺少辅助因子。然而，这项工作的一个重要发现是，DNA的分叉状结构可以显著激活EN的切割能力。基于优化的实验体系，EN可以对DNA的两条链分别进行高效切割，这与结构中观察到的EN存在构象变化相吻合。由此解答了领域长期以来的两大困惑：一是EN的识别基序在基因组中分布广泛（>90%），其如何实现靶点的选择？二是不具有典型EN识别基序的第二链的切割是如何实现的？答案是：EN通过对DNA的结构特征性识别来实现整合位点的选择和对DNA双链的两步切割。在体内，DNA分叉结构常常出现在复制过程的后滞链上，从而成为LINE-1整合的理想靶标。近期有一些研究提出LINE-1的整合多发生在复制后期，且偏好后滞链【5, 6】。本研究从分子层面对LINE-1整合与DNA复制的偶联给予了解释。

另外，作为最高等生物中的逆转座酶，LINE-1 ORF2p在进化中的地位极具意义。研究人员将其与细菌、昆虫中等低等生物的逆转座酶的结构进行比较【7-9】，发现其DNA结合方式上存在明显差异。低等生物逆转座酶表现出更强的序列识别特征，使得整合位点较为专一。ORF2p则通过表面电荷与DNA主链结合，削弱了序列依赖，使其在基因组中的整合机会大幅提升，进而深度影响基因调控。

总的来说，该研究从结构和生化角度揭示了LINE-1逆转座酶如何结合逆转录底物，识别并切割特定结构的DNA，从而实现复制偶联的靶向逆转座这一重要机制。

值得一提的是，近期Nature杂志发表了一项ORF2p的复合物结构。研究人员在体系中添加了外源RNA，便误将基因组DNA密度当作RNA、并误将platform结构域定义为“新型RNA结合域”【10】。实际上，该结构与本研究中的逆转座复合物完全一致，而内源核酸在相应的条件下难以从ORF2p上解离，从而导致了Nature工作对结构模型和工作机制的错误解读。

图： LINE-1逆转座酶过程的分子机制。

中国科学院生物物理所金文星研究员、余聪博士（现为MRC博士后）、张彦副研究员为该论文的共同第一作者，生物物理所许瑞明研究员与金文星研究员为论文的共同通讯作者。

专家点评

李国红（武汉大学生命科学学院/中国科学院生物物理研究所）

转座子（Transposable Elements）是基因组中可移动的DNA序列，被称为“跳跃基因”。逆转录转座子通过“复制-粘贴”机制，将RNA逆转录为DNA后插入基因组新位点，是基因组多样性与不稳定的双重来源。人类基因组中有接近一半的序列由转座子构成，其中LINE-1（Long Interspersed Nuclear Element-1，L1）是人类基因组中唯一具有自主转座能力的逆转录转座子，LINE-1 全长约6千碱基 (kb)，携带介导‘转座’功能的蛋白质序列，约占人类基因组的17%。活跃的LINE-1转座元件可以在基因间“跳跃”从而对基因组稳定性产生严重危害，因此在正常细胞中LINE-1的活性会被异染色质沉默。从分子机制上，异染色质的形成依赖于DNA甲基化、组蛋白修饰（如H3K9me3) 和非编码RNA等多层次的表观遗传调控作用。但是在少数情况下异染色质屏障被削弱，LINE-1会被激活，导致大规模的转座和插入突变，破坏基因组稳定性，与癌症、神经退行性疾病、衰老等密切相关。另外，近期研究发现LINE-1在人和小鼠早期胚胎发育的合子基因组激活（zygotic genome activation，ZGA）过程中却瞬时高表达，暗示LINE-1的表达在重要生理过程可能发挥关键作用。因此，解析LINE-1的调控机制与功能，对理解生命调控和开发疾病治疗策略意义重大。多年以来，由于基因拷贝数太高，以及LINE-1编码的逆转座酶ORF2p难以在体外高表达，研究其分子机制一直面临较大挑战。 科学界长期关注的核心问题包括：LINE-1究竟会转座哪些基因？它如何选择整合位点？转座会发生在什么时间、什么地点/区域？

近日，中国科学院生物物理所许瑞明团队联合朱冰、薛愿超团队在Science杂志发表论文，从结构和生化的角度对上述问题进行了回答。他们成功解析了LINE-1逆转座酶ORF2p的结构，发现ORF2p和DNA之间并非以序列特征性的方式相结合，这似乎暗示LINE-1可能在基因组中随机整合。前期很多研究也证实，作为转座子序列， LINE-1在亿万年的物种进化中发生着序列突变和随机“转座“的发生，导致LINE-1在小鼠和人基因组中的分布位点毫无同源保守性。然而，他们进一步研究发现了一个更加有趣的现象，ORF2p对于底物的结构展现了强烈的偏好性，它仅在特殊设计的分叉结构DNA作为底物时才展现出高切割活性，而这种特殊结构通常出现在DNA复制的后滞链上。这一发现表明LINE-1逆转座活性是依赖于细胞复制过程，而且具有后随链偏好性。值得一提的是，两年前美国哥伦比亚大学张志国团队发现在DNA复制过程中异染色质相关的组蛋白修饰H3K9me3显现出非常独特的分配模式，显著富集于前导链的LINE转座元件上，从而导致前导链LINE-1转录元件的快速沉默。而后随链上核小体和染色质重建速度可能滞后于前导链，同时由于冈崎片段的存在，导致特殊构象的DNA分叉状结构形成，为LINE-1的靶向和整合提供了位点偏好性和时间窗口。

另外，研究人员用高通量测序的方法得到了ORF2p结合的RNA底物谱，发现其中含有大量功能性mRNA。虽然这个结果基于过表达系统，无法反映正常生理状态，但在一定程度上为理解LINE-1异常高表达的病理状态提供了参考。这项研究不仅加深了我们对LINE-1转座子基因组靶向和整合时空特异性调控机制的认知，同时也为研发基于LINE-1转座机制的基因编辑工具提供理论指导，并为发育及疾病模型的研究提供新的视角。

science.org/doi/10.1126/science.adu3433

制版人： 十一

参考文献

1.Burns, K.H., Repetitive DNA in disease.Science, 2022. 376(6591): p. 353-354.

2.Copley, K.E. and J. Shorter, Repetitive elements in aging and neurodegeneration.Trends Genet, 2023. 39(5): p. 381-400.

3.Beck, C.R., et al., LINE-1 retrotransposition activity in human genomes.Cell, 2010. 141(7): p. 1159-70.

4.Mendez-Dorantes, C. and K.H. Burns, LINE-1 retrotransposition and its deregulation in cancers: implications for therapeutic opportunities.Genes Dev, 2023. 37(21-24): p. 948-967.

5.Flasch, D.A., et al., Genome-wide de novo L1 Retrotransposition Connects Endonuclease Activity with Replication.Cell, 2019. 177(4): p. 837-851 e28.

6.Sultana, T., et al., The Landscape of L1 Retrotransposons in the Human Genome Is Shaped by Pre-insertion Sequence Biases and Post-insertion Selection.Mol Cell, 2019. 74(3): p. 555-570 e7.

7.Chung, K., et al., Structures of a mobile intron retroelement poised to attack its structured DNA target.Science, 2022. 378(6620): p. 627-634.

8.Deng, P., et al., Structural RNA components supervise the sequential DNA cleavage in R2 retrotransposon.Cell,2023. 186(13): p. 2865-2879 e20.

9.Wilkinson, M.E., et al., Structure of the R2 non-LTR retrotransposon initiating target-primed reverse transcription.Science, 2023. 380(6642): p. 301-308.

10.Thawani, A., et al., Template and target-site recognition by human LINE-1 in retrotransposition.Nature, 2024. 626(7997): p. 186-193.

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