Nat Methods丨章永登/黄小帅/范骏超/陈良怡开发4Pi-SIM成像技术实现活细胞双色三维各向同性100纳米分辨率

细胞中的亚细胞器通常具有精细的三维结构和生物学功能。利用荧光显微镜观察细胞器的三维分布和动态有助于了解细胞功能和揭示细胞器之间的相互作用。然而，荧光显微镜受到光学衍射极限和物镜数值孔径 （NA） 的限制，只能获得模糊的低分辨率图像。由于宽场显微镜和共聚焦显微镜的轴向分辨率 （约500-700纳米） 显著低于其横向分辨率 （约200-300纳米） ，因此在20世纪90年代，首先出现了提升轴向分辨率的成像技术：1992年，Stefan Hell开发了基于点扫描共聚焦的4Pi显微成像技术，利用两个对置物镜采集两个逆向传播的波前并使之发生干涉，压缩了成像系统的点扩散函数 （PSF） ，使轴向分辨率提升至宽场显微镜的5-7倍【1,2】。1995年，Mats Gustafsson提出了基于宽场照明的图像干涉成像技术I5M ，在对置物镜的架构下，通过部分相干光形成驻波照明和荧光干涉宽场探测，同样将轴向分辨率提升至宽场显微镜的5-7倍【3,4】。

进入21世纪，研究人员陆续开发了众多突破光学衍射极限的超分辨成像技术，包括受激发射损耗成像技术 （STED） ，单分子定位成像技术 （SMLM） 以及结构光照明成像技术 （SIM） 。将4Pi技术与这些超分辨技术相结合，诞生了一系列具备三维各向同性分辨率的超分辨显微镜系统。第一类是与STED技术结合：2008年，Stefan Hell课题组提出了isoSTED，利用4Pi技术压缩三维环状损耗光斑的光强零点大小，实现50纳米各向同性分辨率【5】；2016年，Stefan Hell课题组采用可逆光开关蛋白，开发了可应用于活细胞的4Pi-RESOLFT【6】；2021年，Joerg Bewersdorf课题组开发了AO isoSTED，通过引入自适应光学技术，在组织样品上实现了三维50纳米分辨率【7】。第二类是与SMLM技术结合，利用4Pi技术采集荧光分子的自干涉图样，并根据干涉相位推断单分子轴向位置。这包括Harald Hess课题组在2009年开发的iPALM【8】，Alexander Egner课题组在2011年开发的4Pi-SMS【9】，以及Joerg Bewersdorf课题组在2016年开发的W-4PiSMSN[10]和2020年开发的多色4Pi-SMS【10,11】。第三类通过将4Pi与3D-SIM相结合，引入六束照明光干涉和荧光干涉。2008年，Mats Gustafsson课题组的邵林博士开发了非相干结构光照明图像干涉显微术I5S，在固定细胞上实现了三维100纳米各向同性分辨率【12】。

然而，在上述三维各向同性分辨率的超分辨成像系统中，isoSTED、iPALM和4Pi-SMS仅适用于固定细胞；4Pi-RESOLFT虽然可以用于活细胞，但成像速度慢，只能采集少数几个时间点，实用价值较低；I5S具有活细胞成像的潜力，但系统复杂且不稳定，多年来缺乏硬件和算法的改进，暂无生物学应用场景。因此，在活细胞上实现三维各向同性分辨率的快速超分辨成像，仍然是细胞生物学领域长期梦寐以求的目标。

2024年12月23日，西湖大学章永登团队与北京大学黄小帅团队、重庆邮电大学范骏超团队、北京大学陈良怡团队合作在Nature Methods杂志上发表题为Elucidating subcellular architecture and dynamics at isotropic 100 nm resolution with 4Pi-SIM的研究论文。该研究提出了一种新型4Pi-SIM超分辨显微镜架构，以三维各向同性100 纳米分辨率揭示了不同类型细胞中复杂精细的亚细胞结构。 4Pi-SIM首次在活细胞上实现了三维各向同性100纳米光学分辨率延时成像，成像时程可达数小时（500-600个时间点）。另外，4Pi-SIM还具备同时双色成像能力，能够捕捉三维空间内不同细胞器之间的快速相互作用过程。该研究也将在Nature Methods上发表题为Isotropic 100 nm resolution live-cell imaging with 4Pi-SIM的研究简报 (Research Briefing) 。

该团队基于4Pi单分子超分辨显微镜[11]和海森结构光照明显微镜【13】的研究经验，对4Pi-SIM显微镜的光学结构和机械结构进行了精心设计（图1），最大程度地降低了热波动和机械振动的影响，确保了六束光干涉对齐和荧光干涉的长期稳定性；通过引入锁焦模块，系统能够保证两个物镜精确对齐；通过设计光程差调节模块，系统能够快速、精确地将上下干涉臂的光程差微调至零；此外，系统采用新颖的I2M照明模块，并改进了重建算法，自适应地估计和补偿原始数据中系统光程差不匹配导致的相位误差，从而最大限度地减少长时程成像时的重建伪影。

图1：4Pi-SIM超分辨显微镜的原理图和系统设计图。a，4Pi-SIM系统原理图。b，4Pi-SIM系统设计图。

上述改进使4Pi-SIM能够在三维空间内以极佳的清晰度和细节捕捉观察各种亚细胞结构。例如，研究团队利用4Pi-SIM成功展示了小鼠精母细胞中联会复合体的双螺旋结构。而3D-SIM由于轴向分辨率不足，在轴向视野中错误地合并了两条染色体结构（图2a-c）。此外，研究团队还利用4Pi-SIM观察了固定HeLa细胞的细胞膜结构。细胞膜通常在表面形成许多直径为100-300纳米的丝状伪足。4Pi-SIM可以清晰地分辨出这些丝状伪足在横向和轴向的中空结构。相比之下，3D-SIM的轴向视图中无法分辨丝状伪足的细节特征（图2d-e）。

长时程成像实验需要保证4Pi-SIM中干涉腔的长期稳定性，并在重建算法中对成像过程中系统光程差的漂移进行补偿。因此，活细胞成像相对于固定细胞而言更加具有挑战性。研究团队利用4Pi-SIM对标记线粒体外膜的HeLa细胞进行延时成像，重建图像展现出清晰的中空结构，并捕捉到了线粒体的动态行为（图3a-b）。在一个区域，研究团队观察到棒状线粒体转变为类似凹盘的结构（图3c）；在另一个区域，则观察到管状线粒体从两端生成纳米管道，其直径从约600纳米减小到150纳米（图3d）。

内质网具有错综复杂的三维网络结构，并在活细胞内表现出显著的动态特性。借助4Pi-SIM的超高时空分辨率，研究团队在COS-7细胞中观察到内质网的快速重组，并捕捉到管状内质网逐渐形成片状内质网的过程（图3e-g）。

图3：4Pi-SIM用于活细胞快速三维超分辨成像。a-d，HeLa细胞中线粒体的4Pi-SIM动态成像。e-g，COS-7细胞中内质网的4Pi-SIM动态成像。

多色成像对于研究三维空间中相邻细胞器之间的动态相互作用至关重要。研究团队使用光稳定性好的绿色荧光蛋白StayGold和一种大斯托克斯位移的荧光蛋白 （dCyOFP2s） 标记样本，在单色激发波长下实现了同时采集双色荧光信号的活细胞成像。通过在活细胞中同时标记内质网和线粒体，研究团队观察了内质网-线粒体的相互作用（图4a-b），并捕捉到线粒体在两个细胞器的接触点发生了融合和分裂事件（图4c-d）。此外，研究团队在活细胞中同时标记内质网和线粒体，观察到内质网管状网络和微管错综复杂地交织在一起，形成了横跨细胞质的动态互连（图4e-f）。这些快速的相互作用促进了两种细胞器的重新排列（图4g-h）。

图4：4Pi-SIM同时双色成像。a-d，HeLa细胞中内质网（品红色）和线粒体（绿色）的双色4Pi-SIM动态成像。e-h，COS-7细胞中内质网（品红色）和微管（绿色）的双色4Pi-SIM动态成像。

4Pi-SIM 显微镜代表了活细胞三维超分辨显微成像领域的重要进展。自2008年Mats Gustafsson课题组的邵林博士开发I5S以来，改进后的4Pi-SIM首次实现了在活细胞上以三维各向同性100纳米分辨率进行数百个时间点的高质量延时成像。正如Marcel Proust所言: " The real voyage of discovery consists not in seeking new landscapes, but in having new eyes ." 4Pi-SIM显微镜在阐明纳米尺度的亚细胞精细结构和动态行为等方面具有重要潜力，有望为细胞生物学的发展提供新的观察视角和研究思路。

西湖大学章永登研究员、北京大学黄小帅研究员、重庆邮电大学范骏超副教授和北京大学陈良怡教授为该论文共同通讯作者，北京大学博士生欧阳子婧、西湖大学博士生王倩和北京大学博士生李晓雨为该论文共同第一作者。此外，该工作也得到了耶鲁大学邵林博士、西湖大学俞晓春课题组、刘长亮课题组的重要支持和帮助。

西湖大学章永登课题组（https://www.westlake.edu.cn/faculty/yongdeng-zhang.html）长期招收博士后、科研助理及博士研究生。欢迎具有生物医学工程、物理光学、计算机、生物技术、生物化学等相关专业背景的申请者加入。要求具备良好的学习能力、独立工作能力和团队沟通能力。有意者请投递个人简历发。

北京大学黄小帅课题组（https://iacm.bjmu.edu.cn/）拟招聘2-3名博士后，欢迎拥有生物医学工程、物理光学、图像处理等背景的申请者加入；招聘1名科员助理，欢迎生物学背景的申请者加入。有意者请投递个人简历。

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https://www.nature.com/articles/s41592-024-02515-z

制版人：十一

参考文献

1. Hell, S. & Stelzer, E.H.K. Properties of a 4pi Confocal Fluorescence Microscope.Journal of the Optical Society of America a-Optics Image Science and Vision9, 2159-2166 (1992).

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3. Wilson, T., Gustafsson, M.G.L., Agard, D.A., Sedat, J.W. & Cogswell, C.J. in Three-Dimensional Microscopy: Image Acquisition and Processing II 147-156 (1995).

4. Gustafsson, M.G., Agard, D.A. & Sedat, J.W. I5M: 3D widefield light microscopy with better than 100 nm axial resolution.Journal of Microscopy195, 10-16 (1999).

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6. Bohm, U., Hell, S.W. & Schmidt, R. 4Pi-RESOLFT nanoscopy.Nature Communications7, 10504 (2016).

7. Hao, X., Allgeyer, E.S., Lee, D.R., Antonello, J., Watters, K., Gerdes, J.A., Schroeder, L.K., Bottanelli, F., Zhao, J., Kidd, P., Lessard, M.D., Rothman, J.E., Cooley, L., Biederer, T., Booth, M.J. & Bewersdorf, J. Three-dimensional adaptive optical nanoscopy for thick specimen imaging at sub-50-nm resolution.Nature Methods18, 688-693 (2021).

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