Cell | MYB相关转录因子调控植物叶绿体发育

撰文 | 十一月

光合作用是生命的基础，这一过程发生在叶绿体中。叶绿体最早起源于植物间的内共生，其出现超过了10亿年【1】。在植物中大多数调节或者促使叶绿体生物发生的基因都是在细胞核中编码，随后被翻译及运输进入叶绿体中。叶绿体的生物发生依赖于GLK（GOLDEN2-LIKE）转录因子家族，然而glk突变体中仍然含有残留的叶绿素，这说明叶绿体的生物发生过程有其他蛋白质的参与【2,3】。

近日，英国剑桥大学Julian M. Hibberd研究组以及Eftychios Frangedakis（第一作者）在Cell上发文题为MYB-related transcription factors control chloroplast biogenesis，发现MYB相关的转录因子在地钱（Marchantia polymorpha）以及拟南芥中作为叶绿体生物发生的控制因子，并揭开了MYB相关转录因子与GLK转录因子协调植物叶绿体发育的机制。

为了寻找控制叶绿体生物发生的因子，作者们首先对地钱和拟南芥从非光合生长到光合生长过渡过程中已发表的基因表达数据进行分析【4,5】，分别鉴定出在暴露于光照后分别有108个以及144个因子表达上调（图1）。通过对两个数据库进行重叠，作者们在地钱中鉴定了14个候选基因，其中的两个分别是MpGLK以及MpGATA4，这两个基因在拟南芥中的同源基因是已知的光生物合成调节因子。作者们使用地钱对这些候选基因进行CRISPR-Cas9介导的基因编辑，发现Mp5g11830基因注释名为MpRR-MYB5，在突变后会导致地钱变成苍白色，失去叶绿体的生物合成。但是这一现象并不会出现在MpRR-MYB2的基因突变体中。

图1 比较公开数据库挖掘叶绿体生物发生调控因子

进一步地，通过同时突变MpRR-MYB5以及MpRR-MYB2，作者们发现会导致叶绿体含量与对照相比降低95%，变现为植物体极度苍白。由于Mprr-myb5,2双突变体表现出叶绿体发育残留，作者们认为有限的光自养生长可能与叶绿体生物合成主要调节因子GLK的活性相关。为此，作者们尝试构建Mpglk与Mprr-myb5或者Mprr-myb2的双突变体。作者们发现Mpglk与Mpmyb基因的双突变体会比单突变体更加苍白（图2）。因此，同时缺乏MpRR-MYB5以及MpGLK会导致光合合成装置的组装几乎不再发生。

图2 MYB转录因子与GLK共同调控叶绿体的生物发生

为了对MpRR-MYB5以及MpRR-MYB2所调节的基因进行检测，作者们对过表达、单突变体以及双突变体进行了RNA-seq。过表达MpRR-MYB5以及MpRR-MYB2会分别导致71个以及11个基因表达上调，已经发表的关于MpGLK的过表达则会导致493个基因上调。在MpRR-MYB5以及MpRR-MYB2功能缺失型突变体中则分别有823个基因以及65个基因表达下调。作者们发现MpRR-MYB转录因子主要调节的是与碳固定、光呼吸以及光系统功能相关的基因表达。

这些分析结果表明MpRR-MYBs缺失会导致对光生物合成基因表达的广泛影响。然而MpRR-MYBs作为转录因子是如何实现对这些结构基因的直接影响的还不甚清楚。为此，作者们进行了DAP-seq（DNA affinity purification and sequencing）鉴定全基因组中MpRR-MYB5以及MpRR-MYB2在基因组中的结合位点以及它们所识别的DNA序列基序。作者们共鉴定出6804个MpRR-MYB2以及2839个MpRR-MYB5的结合位点。通过DNA结合基序富集分析，作者们发现MpRR-MYB5以及MpRR-MYB2共同的结合基序是TTATC。另外，作者们发现MpRR-MYB5以及MpRR-MYB2识别基序富集在光合成相关基因的启动子上，并且足以提高这些基因的表达。

随后，作者们对与MpRR-MYB5以及MpRR-MYB2相似拟南芥基因的功能进行鉴定。作者们发现拟南芥中的RR-MYBs基因AtMYBS1/2会同样控制叶绿体的生物合成（图3），且能够结合目标基因的TTATC核心序列。通过对突变体Atmybs1,s2与对照的RNA-seq，发现2470个基因表达显著降低。

图3 拟南芥中AtMYBS1/2参与叶绿体生物合成

总的来说，作者们的工作发现在地钱以及拟南芥的叶绿体生物合成调控因子除了GLK主调控因子之外的新颖MYB相关转录因子（图4）。通过对MYB转录因子突变体、过表达品系等的RNA-seq发现了MYB转录因子参与调节叶绿体发育以及光合作用基因表达，进一步通过DAP-seq确认了地钱中参与叶绿体生物合成的MYB转录因子的具体DNA核心结合基序，为叶绿体生物发生的调节和控制提供了新的研究方向。

图4 工作模型

参考文献：

1. Gould, S.B., Waller, R.F., and McFadden, G.I. (2008). Plastid evolution. Annu. Rev. Plant Biol. 59, 491–517. https://doi.org/10.1146/annurev.arplant.59.032607.092915.

2. Zubo, Y.O., Blakley, I.C., Franco-Zorrilla, J.M., Yamburenko, M.V., Solano, R., Kieber, J.J., Loraine, A.E., and Schaller, G.E. (2018). Coordination of Chloroplast Development through the Action of the GNC and GLK Transcription Factor Families. Plant Physiol. 178, 130–147. https://doi.org/10. 1104/pp.18.00414.

3. Waters, M.T., Wang, P., Korkaric, M., Capper, R.G., Saunders, N.J., and Langdale, J.A. (2009). GLK transcription factors coordinate expression of the photosynthetic apparatus in Arabidopsis. Plant Cell 21, 1109-1128. https://doi.org/10.1105/tpc.108.065250

4. Flores-Sandoval, E., Romani, F., and Bowman, J.L. (2018). Co-expression and Transcriptome Analysis of Transcription Factors Supports Class C ARFs as Independent Actors of an Ancient Auxin Regulatory Module. Front. Plant Sci. 9, 1345. https://doi.org/10.3389/fpls.2018.01345.

5. Sullivan, A.M., Arsovski, A.A., Lempe, J., Bubb, K.L., Weirauch, M.T., Sabo, P.J., Sandstrom, R., Thurman, R.E., Neph, S., Reynolds, A.P., et al. (2014). Mapping and Dynamics of Regulatory DNA and Transcription Factor Networks in A. thaliana. Cell Rep. 8, 2015–2030. https://doi.org/10. 1016/j.celrep.2014.08.019

https://doi.org/10.1016/j.cell.2024.06.039