Cell丨H3K4me与H3K27me协同调控造血发育

撰文 | 格格

组蛋白修饰，特别是H3K4甲基化和H3K27甲基化，在基因表达调控中发挥着重要作用。

H3K4me通常与转录激活相关，而H3K27me通常与转录抑制相关【1】。H3K4me和H3K27me在不同细胞类型和分化阶段具有不同的分布模式，并参与调控发育相关基因的表达。双价染色质状态，即H3K4me3和H3K27me3共存于某些基因的启动子区域，被认为可以促进基因在后续分化阶段的表达【2-4】。传统的组蛋白修饰酶功能研究主要依赖于敲除相应修饰酶的等位基因，但这种方法的局限性在于许多酶可以识别多种组蛋白标记，进一步混淆研究结果 。此外， 组蛋白修饰酶可能具有重要的非酶活性，导致敲除动物表现型的混淆。因此，开发替代模型以直接研究组蛋白标记生物功能的需求日益迫切。H3K4M突变体作为一种新兴的工具，可以用来解析组蛋白标记在体内外的生理功能。H3K4M突变体作为显性等位基因，可以显著降低基因组中非突变组蛋白H3特定赖氨酸的甲基化水平，而不破坏相应的酶。这使得H3K4M突变体可以被视为低等位基因，允许在遗传破坏酶会导致致死性表型的情况下调节组蛋白标记。因此，H3K4M突变体为研究组蛋白H3K4甲基化在造血系统中的作用提供了强有力的工具。

近日，来自 美国 波士顿马萨诸塞总医院 分子生物学系的Konrad Hochedlinger研究团队 和再生医学中心的Hanno Hock研究团队合作 在Cell杂志发表 了文章Bivalent chromatin instructs lineagespecification during hematopoiesis， 该研究旨在探究组蛋白H3K4甲基化在哺乳动物造血系统中的作用，并揭示其与其他组蛋白修饰（如H3K27me）之间的相互作用及其对造血分化的影响。

研究人员 首先通过构建H3K4M突变体小鼠模型，发现敲除H3K4甲基化会导致小鼠在2-4周内死亡，并伴随严重的外周血细胞减少和骨髓衰竭。进一步分析发现，H3K4M突变体小鼠的 造血干细胞以及部分谱系祖细胞增多 ， 但成熟血细胞数量显著减少， 随后通过竞争性移植实验发现嵌合体中H3K4M的HSPC并未增加， 这表明H3K4甲基化对于维持正常造血干细胞池 没有显著影响（其增加主要是因为血细胞减少对于造血干细胞的反馈而导致的）， 但对于祖细胞的分化和成熟血细胞的产生 至关重要 。为了研究H3K4甲基化缺失对造血干细胞功能的影响， 研究人员 将H3K4M突变体小鼠的造血干细胞移植到受辐照的受体小鼠中，并观察其造血重建能力。结果显示，H3K4M突变体小鼠的造血干细胞能够在受体小鼠中自我更新，并分化为祖细胞，但无法进一步分化为成熟血细胞，再次证明 H3K4me 对祖细胞分化的重要性。

为了探究H3K4甲基化缺失导致造血分化阻滞的机制， 研究人员 对H3K4M突变体小鼠的祖细胞进行了单细胞RNA测序和 CUT&Tag实验。结果显示，H3K4M突变体小鼠的祖细胞中，与造血分化相关的基因表达下调，这与这些基因启动子区域H3K4me3水平的降低和H3K27me3水平的升高密切相关。这表明H3K4甲基化通过拮抗H3K27甲基化在命运决定性基因上的沉积来指导造血分化。

为了验证H3K27甲基化在H3K4M突变体小鼠造血分化阻滞中的作用， 研究人员 构建了 H3K4M/H3K27M双突变体小鼠模型，并观察其造血重建能力。结果显示，H3K4M/H3K27M双突变体小鼠的造血重建能力显著优于H3K4M单突变体小鼠，并能产生正常的成熟血细胞。这表明抑制H3K27甲基化可以克服H3K4甲基化缺失导致的造血分化阻滞，并挽救H3K4M突变体小鼠的造血功能。

最后，研究人员 解析 了 H3K27M突变体挽救H3K4M突变体小鼠造血分化阻滞的分子机制 。研究人员 对H3K4M/H3K27M双突变体小鼠的祖细胞进行了RNA测序和CUT&Tag实验。结果显示，H3K27M突变体可以恢复H3K4M突变体小鼠祖细胞中部分下调基因的表达，这与这些基因启动子区域H3K27me3水平的降低密切相关 ， 表明H3K27M突变体通过抑制H3K27甲基化来恢复H3K4M突变体小鼠祖细胞中命运决定性基因的表达，并挽救其造血分化能力。

图一 双价染色质调控造血发育：H3K4me与H3K27me的协同作用

总之，该研究揭示了H3K4甲基化在维持造血干细胞自我更新和早期祖细胞分化中并非必需，但对于祖细胞分化和成熟血细胞的产生则至关重要。H3K4甲基化通过与H3K27甲基化在命运决定性基因上的拮抗作用来指导造血分化，并维持哺乳动物组织稳态。

原文连接：

https://www.cell.com/cell/abstract/S0092-8674(25)00561-6

制版人： 十一

参考文献

1. Calo, E., and Wysocka, J. (2013). Modification of enhancer chromatin: what, how, and why?Mol. Cell49, 825–837.

2. Jadhav, U., Nalapareddy, K., Saxena, M., O’Neill, N.K., Pinello, L., Yuan, G.C., Orkin, S.H., and Shivdasani, R.A. (2016). Acquired Tissue-Specific Promoter Bivalency Is a Basis for PRC2 Necessity in Adult Cells.Cell165, 1389–1400.

3. Mikkelsen, T.S., Ku, M., Jaffe, D.B., Issac, B., Lieberman, E., Giannoukos, G., Alvarez, P., Brockman, W., Kim, T.K., Koche, R.P., et al. (2007). Genome-wide maps of chromatin state in pluripotent and lineagecommitted cells.Nature448, 553–560.

4. Voigt, P., Tee, W.W., and Reinberg, D. (2013). A double take on bivalent promoters.Genes Dev. 27, 1318–1338.

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