Cell | 王纪文/杨辉/王柠等合作：单AAV基因编辑治疗DMD——首次在人体肌肉中直接“看见”CRISPR编辑

同样是基因治疗，为什么递送进去的“药物”始终无法替代人体最大的基因？当基因编辑器小到可以装入一个病毒颗粒，它能否在患者体内实现一次给药、持久起效的治疗？更重要的是，编辑是否发生，能否在人体中得到直接证明？

这些问题指向一条共同的技术主线：把基因编辑器做小、做进单个AAV，让“一次治愈”在杜氏肌营养不良（Duchenne muscular dystrophy，DMD）患者身上成为可能，并且让疗效“看得见”。沿着上海交通大学医学院附属上海儿童医学中心王纪文团队、辉大基因杨辉/Alvin Luk团队、福建医科大学附属第一医院王柠团队近年来的工作，可以看到这条主线如何从一把“更小的剪刀”，一步步延伸到DMD患儿的首次人体试验。

2026年10月26日，三方团队合作在Cell上发表了题为 In Vivo Genome-Editing Therapy for Duchenne Muscular Dystrophy: Preclinical Studies and First-in-Human Trial的研究论文。该研究以具有自主知识产权的小型高保真核酸酶hfCas12Max为核心，将编辑器与gRNA共同装入单个AAV9载体，完成了从人源化DMD小鼠、食蟹猴到首次人体临床研究的完整转化，首次提供了人体骨骼肌CRISPR体内编辑的直接分子证据；同时，研究也如实报告了一例高剂量相关的致死性严重不良事件，为系统性AAV-CRISPR疗法的安全窗口与免疫风险管理提供了重要警示。

现有疗法：延缓有余，治愈不足

DMD是最常见的儿童致死性遗传性肌病，每3,500-5,000名新生男婴中约有1例患病。DMD基因突变使肌细胞无法合成抗肌萎缩蛋白（dystrophin），患儿三四岁起病，十岁前后丧失独立行走能力，二十岁左右多因呼吸或心力衰竭离世。更棘手的是，DMD基因全长约2.2 Mb，是人体最大的基因之一，已发现的致病突变超过7,000种。巨大的基因尺寸让传统递送系统无从下手，高度分散的突变谱又让任何单一修复方案难以覆盖广泛人群。

临床一线用药糖皮质激素只能延缓病程；多数获批的反义寡核苷酸（ASO）外显子跳跃药物需要终身每周静脉输注，其恢复的dystrophin水平普遍有限，且每种药物仅覆盖特定的突变亚群；以Elevidys为代表的AAV基因替代疗法虽实现了“一次给药”，但受载体容量所限只能递送功能不完全的micro-dystrophin，其疗效天然有限。同时1.33×1014 vg/kg的高剂量代价沉重：2025年两名非行走患者接连因急性肝衰竭死亡，FDA随后为其加贴黑框警告并将适应症收窄至可行走患者。

正因为“延缓”与“替代”都无法触及疾病的根本，在DNA层面永久修正致病突变的基因编辑，成为领域内始终关注的焦点。

三篇Science开启的篇章，卡在“尺寸”上

2016年，Nelson等【1】、Long等【2】、Tabebordbar等【3】三项研究同登Science，首次证明AAV递送CRISPR-Cas9可在DMD小鼠体内切除突变外显子、恢复dystrophin表达并改善肌肉功能，开启了基因编辑治疗DMD的篇章；2018年，Eric Olson团队进一步在Science报道DMD犬模型结果，系统给药后骨骼肌dystrophin恢复至正常水平的3%-90%，最高剂量组心肌恢复达92%【4】。尽管多篇报道长期随访证实疗效可维持一年以上，但也观察到AAV载体序列整合、异常转录本等隐患（详见BioArt报道：）。

此外，SpCas9由1,368个氨基酸组成，连同启动子与gRNA表达元件远超单个AAV约4.7 kb的包装上限，只能拆分为双AAV系统分别递送。同一根肌纤维须同时摄取两种病毒颗粒才能重建完整的编辑器，共转导与重组效率显著下降，载体生产与CMC（化学、生产与控制）成本也成倍增加；而骨骼肌约占体重的40%，全身系统性给药剂量本就高达1014 vg/kg量级（辉瑞、Solid Biosciences、Regenxbio等国际在研项目的临床爬坡剂量均达1014 vg/kg量级），进一步提升剂量的空间极其有限。将编辑器小型化并装入单个AAV，由此成为领域公认的破局点。

寻找小型基因编辑工具：从跟跑到自主

过去数年，紧凑型编辑工具呈爆发式涌现。Jennifer Doudna团队和张锋团队先后报导了Cas12f、IscB等小型核酸酶，国内赖锦盛团队也独立发掘了具有自主知识产权的Cas12i和Cas12j；这些核酸酶将尺寸压缩到400-1,100个氨基酸，但天然酶在哺乳动物细胞中的编辑效率普遍偏低，往往需要进一步工程化改造才能满足体内治疗的需求。

沿着这条路线，杨辉团队从宏基因组数据库中系统挖掘，获得了有自主知识产权的新型Cas12i（xCas12i），并通过蛋白质定向进化对其改造：团队是早期开发“饱和精氨酸（R）突变扫描”蛋白进化方法的团队之一，通过将DNA结合口袋附近的关键氨基酸逐一替换为带正电的精氨酸，同步增强靶向活性并压制脱靶活性，这一策略目前已成为CRISPR蛋白进化的主流方法之一。最终获得的hfCas12Max（N243R/E336R/D892R）兼具高活性与高保真，尺寸仅约1,000个氨基酸，可与gRNA共同包装进单个AAV，从根本上绕开了双AAV瓶颈（详见BioArt报道：）。与此同时，团队也开发了高效的超小型Cas12f（enOsCas12f1等），尺寸更小（400-500个氨基酸），但体内编辑效率仍不及hfCas12Max（详见BioArt报道：）。

在DNA核酸酶之外，团队还探索了多条替代路线，并明确了各自的特点与局限。在RNA编辑方向，基于dCas13X的RNA腺嘌呤碱基编辑器mxABE可装入单个AAV，在人源化DMD小鼠中最高实现84%的A-to-G编辑、dystrophin恢复至野生型50%以上【5】；但RNA编辑作用于一过性的mRNA分子，疗效维持依赖编辑组分的持续存在，这是该路线共同面对的问题。领域内也在积极应对这一挑战：基于内源ADAR招募的RNA编辑技术LEAPER通过环状RNA设计延长了作用时间，近期已完成从DMD非人灵长类模型到患者的初步临床转化【6】（详见BioArt报道：），但其在患者中的编辑效率同样仍有较大提升空间。总体而言，RNA层面的策略并不直接修正基因组本身，要在DNA层面实现一次性的永久修正，仍需依赖DNA编辑工具。在DNA单碱基编辑方向，基于腺嘌呤碱基编辑器（ABE）改写剪接位点、诱导外显子跳跃的策略已在DMD人源化小鼠中验证可行，但SpCas9来源的碱基编辑器体积庞大，仍需双AAV策略，递送效率受限【7】。

综合尺寸、效率、特异性与可递送性，团队最终选择hfCas12Max进入DMD转化管线。

从小鼠、猴到患者：第一次在人体中“看见”编辑

本研究靶向DMD基因51号外显子的剪接位点，以单次切割诱导3n+2缺失或外显子跳跃来重构dystrophin阅读框，理论上可覆盖约13%的DMD患者；并采用三盒串联gRNA进一步放大有效编辑比例。为让人源靶点在动物体内可被直接评估，团队首先构建了人源化DMD小鼠模型（DMDΔmE51E52, hE51KI/Y），以小鼠内源外显子原位替换为人源51号外显子序列。

在人源化DMD小鼠中，单次静脉注射AAV9-hfCas12Max-G36（5.0×1013 vg/kg）后，骨骼肌与心肌实现持久编辑（有效编辑率3.12%-10.32%，维持至少6个月），dystrophin恢复超过野生型参照的25%，血清肌酸激酶显著下降、运动功能明显改善，且筛查的候选脱靶位点均未检出高于背景的编辑。在食蟹猴中，腓肠肌DNA与RNA编辑率分别达24.60%与44.17%，肝脏编辑水平较低，背根神经节等外周神经组织未检出编辑，受试条件下未见剂量限制性毒性，显示出良好的灵长类安全性。

在开放标签、剂量递增的研究者发起临床研究（NCT06594094）中，4名4-8岁患儿分别接受5.0×1013或1.0×1014vg/kg单次给药。治疗后第91天肌肉活检显示：靶位点DNA编辑率1.02%-4.31%，转录本修正比例14.60%-18.70%（其中逾79%恢复阅读框），dystrophin恢复至正常对照的2.29%-3.83%（基线低于0.1%），dystrophin阳性肌纤维由0.00%-0.83%升至1.05%-2.11%。完成12个月随访的两名患儿，北极星运动功能评估（NSAA）评分分别提高8分和10分，6分钟步行距离分别增加106米和162米。

上述结果的意义并不限于DMD。自CRISPR疗法进入临床以来，无论是眼部给药的体内编辑管线EDIT-101，还是基于LNP的肝脏编辑管线，由于靶组织难以取材，疗效评估主要依赖视觉功能、血清蛋白水平等间接标志物，编辑是否发生于患者体内、发生于多大比例的细胞，均难以直接回答。本研究通过治疗前后配对的患者肌肉活检，首次在人体组织中完成了“DNA编辑—转录本修正—蛋白恢复”的逐层直接验证，将体内CRISPR疗法的疗效读出从间接标志物推进至直接的分子证据，为体内编辑疗法的疗效评估提供了可参考的范式。

研究总体设计与主要结果概览

安全性：前三例总体耐受良好，高剂量事件带来重要提示

安全性数据同样被完整呈现。总体来看，前三例受试患儿均未发生治疗相关的严重不良事件，安全性总体良好：不良事件多为一过性，均可恢复；三名患儿出现过不同程度的补体激活（即免疫系统对病毒载体产生的一过性反应），均得到良好控制。值得一提的是，患儿体内针对AAV9载体的中和抗体滴度最高达1:263,764，而针对hfCas12Max编辑器本身的抗体极低或未检出，提示编辑器本身的免疫原性较低。第4例患儿（高剂量组）给药后出现了过强的免疫反应：免疫系统对高剂量病毒载体产生过度应答，补体激活标志物sC5b-9超过1,800 ng/mL、多种炎症因子升高，病情快速进展，患儿不幸离世，尸检结果符合急性呼吸窘迫综合征（ARDS）的表现。综合临床与尸检结果，该事件与高剂量AAV载体引发的固有免疫反应相关；该患儿体内针对hfCas12Max的抗体同样极低或未检出，且在其他不涉及基因编辑的高剂量AAV治疗项目中也观察到类似事件，提示这一事件与基因编辑本身无关。

类似的毒性近年也见于其他高剂量系统性AAV项目【7-9】，提示高剂量AAV暴露是此类疗法共同面对的核心风险，治疗窗口可能比预期更窄。这些结果为领域提供了清晰的启示：在保证编辑效率的前提下尽可能降低载体剂量、加强围给药期免疫监测与管理、精细化患者选择，是系统性AAV基因疗法走向临床的关键。

未来方向：更准、更广、更安全

第一，提高有效编辑比例。本研究中，核酸酶切割产生的插入缺失只有约三分之一能够恢复阅读框，即有效编辑；如果改用不产生双链断裂的单碱基编辑器精准改写剪接位点，理论上绝大部分编辑均为有效编辑，同等剂量下的疗效有望成倍放大。团队此前基于Cas9祖先蛋白IscB开发了迷你型单碱基编辑器miABE/miCBE（详见BioArt报道：）和靶向范围更广的IscB.m16*系统（详见BioArt报道：），但整体效率仍不够高、PAM（TAM）识别范围局限。近期，团队基于新型II-D型Cas系统（Cas9d）开发的单碱基编辑器NanoABE/NanoCBE取得进展（相关论文目前正在审稿中）：编辑效率可与SpCas9来源的碱基编辑器相当，而Cas依赖的脱靶编辑平均降低约33倍；在原代人T细胞中可同时编辑5个治疗相关基因，蛋白敲除效率最高达99.4%；在人源化DMD小鼠中，单AAV、更低剂量的NanoABE即可实现超过双AAV SpCas9-ABE全剂量的治疗效果，dystrophin阳性肌纤维达97.1%。单碱基编辑路线有望成为DMD体内编辑的重要发展方向。

第二，开发不依赖突变类型的通用型疗法。外显子跳跃类编辑本质上仅覆盖特定突变亚群；激活与dystrophin功能部分同源的utrophin则不依赖突变类型，理论上可惠及全部DMD患者。陈永昌团队此前应用dCasMINI-VPR系统（MyoAAV-UA）报导了utrophin激活的广谱治疗策略；团队即将发表的Cas12m工作（smCRISPRa）在相同实验条件下的utrophin激活效率远高于dCasMINI系统，并可同时协同激活utrophin与follistatin等多个内源基因，进一步增强疗效（Nature Biotechnology, in press）。当然，目前VPR类转录激活元件仍存在一定毒性，更温和、更特异的激活模块仍需持续改进。

第三，围绕递送与人群的系统优化。肌肉靶向AAV衣壳（如MyoAAV）可将肌肉转导效率提升一个数量级以上，有望把全身给药剂量拉回相对成熟的安全区间（详见BioArt报道：）；配合MHCK7、SPc5-12等肌肉限制性启动子，可进一步减少非靶组织中的抗原暴露；在患者选择上，治疗前的免疫状态评估、补体激活基线、乃至避免BMI过高带来的实际载体暴露超标，都应纳入临床方案设计。

这项研究既提供了人体分子层面的概念验证，也留下了关于安全性的深刻教训；随着编辑工具、递送载体与治疗策略的多线并进，领域有理由对疗效与安全性平衡点的到来保持审慎的乐观。

谨向参与本研究的患儿及其家庭致以最深的敬意与感谢——是他们的信任与勇气，让DMD基因编辑治疗从实验室走向临床。

上海交通大学医学院附属上海儿童医学中心王纪文主任医师、中国科学院上海药物所/辉大基因杨辉研究员、福建医科大学附属第一医院王柠教授、辉大基因Alvin Luk博士为论文共同通讯作者。中山药创院/辉大基因李国玲，上海交通大学医学院附属上海儿童医学中心韩凤、王翠锦，福建医科大学附属第一医院金铭、林佳佳为该论文共同第一作者。

https://doi.org/10.1016/j.cell.2026.09.059

制版人：十一

参考文献

1. Nelson CE, Hakim CH, Ousterout DG et al. In vivo genome editing improves muscle function in a mouse model of Duchenne muscular dystrophy.SCIENCE2016; 351 (6271):403-407.

2. Long C, Amoasii L, Mireault AA et al. Postnatal genome editing partially restores dystrophin expression in a mouse model of muscular dystrophy.SCIENCE2016; 351 (6271):400-403.

3. Tabebordbar M, Zhu K, Cheng JKW et al. In vivo gene editing in dystrophic mouse muscle and muscle stem cells.SCIENCE2016; 351 (6271):407-411.

4. Amoasii L, Hildyard JCW, Li H et al. Gene editing restores dystrophin expression in a canine model of Duchenne muscular dystrophy.SCIENCE2018; 362 (6410):86-91.

5. Li G, Jin M, Li Z et al. Mini-dCas13X-mediated RNA editing restores dystrophin expression in a humanized mouse model of Duchenne muscular dystrophy.J CLIN INVEST2023; 133 (3).

10. Guo W, Tang H, Yi Z et al. Long-term reversal of Duchenne muscular dystrophy via circular arRNA-guided exon skipping in monkeys and humans.CELL2026.

7. Lin J, Jin M, Yang D et al. Adenine base editing-mediated exon skipping restores dystrophin in humanized Duchenne mouse model.NAT COMMUN2024; 15 (1):5927.

8. Lek A, Wong B, Keeler A et al. Death after High-Dose rAAV9 Gene Therapy in a Patient with Duchenne's Muscular Dystrophy.NEW ENGL J MED2023; 389 (13):1203-1210.

9. Byrne BJ, Butterfield RJ, Shieh PB et al. Complement activation in a phase Ib study of fordadistrogene movaparvovec for Duchenne muscular dystrophy.MOL THER2025; 33 (9):4226-4238.

10. Duan D, Herzog RW. Deaths in gene therapy of Duchenne muscular dystrophy and other diseases: Underlying mechanisms and mitigating strategies.MOL THER2026; 34 (4):1893-1908.

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