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Cell Stem Cell | 3D打印“细胞小屋”助力体外培养工程化造血干细胞

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以患者自身的造血干细胞和祖细胞(hematopoietic stem and progenitor cell,HSPC) 作为“治疗对象”和“治疗载体”的基因治疗方法为多种遗传性血液疾病提供了“一次性治愈”的希望1-2。然而,在体外培养和基因编辑过程中,HSPCs常会遭遇DNA损伤、氧化应激、过早分化等功能丧失问题,这严重影响了治疗的安全性与长期效果3-5。传统的二维(2D)培养系统无法模拟体内骨髓微环境的机械与结构支持,导致干细胞功能在体外迅速下降。


近日,意大利米兰圣拉斐尔科学研究所Raffaella Di Micco团队在Cell Stem Cell上发表题为Nanoengineered 3D culture substrate enables superior persistence and polyclonal engraftment of genetically engineered hematopoietic stem cells的文章。提出 使用一种名为 “nichoids” 的纳米工程化3D培养基底,为HSPCs提供类似体内的机械支持,旨在减少培养引起的应激反应,维持干细胞特性,并提高基因编辑后的植入效率 。


研究团队 设计的 n ichoids是一种通过高精度双光子激光3D打印技术,使用生物相容性树脂(SZ2080)在玻璃片上制造的、具有规则微观架构的刚性人工三维支架,专门设计用于在体外培养中模拟和支持细胞的生长与功能 。为了验证nichoids能否在体外培养期间为造血干细胞提供机械支持,从而增强其功能, 作者 将其与传统2D培养进行比较 。发现3D培养显著增加了混合集落(来源于更原始、多能性细胞)的输出,单细胞来源的集落中所含谱系数量有增加趋势,且集落细胞数量更高。小鼠移植实验显示,3D组显示出更高的克隆形成能力。以上说明 Nichoids能显著增强HSPCs在体外培养后的功能,证明3D信号在维持干细胞特性中起关键作用 。

随后,为阐明nichoids增强HSPCs功能的分子和细胞机制,研究者分析了其引起的转录组变化,并观察了对细胞形态、骨架和核结构的影响。转录组分析发现3D培养显著重塑HSPCs转录谱,上调细胞外基质、粘附和细胞骨架相关通路,下调DNA复制、细胞分裂和氧化呼吸等通路。3D培养的HSPCs在第7天增殖更慢,氧化应激更低,DNA损伤更少,p38 MAPK激活减少。形态上,3D培养的HSPCs体积更小、更接近球形,且3D细胞的微管蛋白呈现极化或对称分布。以上说明 nichoids通过机械生物学调控,防止了2D培养导致的细胞形变和核挤压,维持了核形态和微管蛋白极性,从而减少了增殖压力、氧化应激和DNA损伤,保留了干细胞特性 。

那么nichoids预培养能否改善涉及额外操作压力的基因编辑流程,并提升编辑后HSPCs的长期植入能力呢?通过将2D/3D预培养的细胞分别进行基因编辑,作者发现nichoids预培养不影响编辑效率,且提高了编辑后细胞的混合集落输出。在移植实验中,3D预培养组小鼠在外周血、骨髓和脾脏中的人源细胞嵌合率更高。二次移植结果显示,3D组在所有造血器官中的植入均更高,且HDR编辑细胞的百分比增加了3-6倍。值得注意的是,在mPB来源的HSPCs中使用碱基编辑(ABE8.20-m)和引物编辑(PE3max)敲除B2M基因,也观察到相似的体外结果。以上说明 nichoids支持跨多个平台(Cas9/AAV6,BE,PE)的高效基因编辑,并通过维持功能性干细胞池,显著提高了编辑后HSPCs的长期重建能力 。

现有的大多数已上市或后期开发的HSPCs基因疗法依赖于慢病毒介导的基因添加,于是作者测试了nichoids能否进一步优化这类临床相关方案。实验室结果提示3D培养不影响细胞活力和转导效率,可提高转导后细胞的红系和混合集落形成潜能。移植后,3D组小鼠在外周血、骨髓和脾脏中的人源嵌合率更高。3D组的估计克隆群体规模更大,克隆多样性更高,且未在癌基因或抑癌基因位点出现常见整合位点的富集。这说明 即使短暂的36小时nichoids培养,也能提高慢病毒基因添加后HSPCs的植入能力和克隆多样性,且不增加基因毒性风险 。来自临床WAS(Wiskott-Aldrich综合征)患者的细胞实验证实, 3D培养能增强WAS患者来源的基因校正HSPCs的植入能力和克隆复杂性 ,为更安全、更有效的临床应用提供了支持。


总的来说, 该研究提出了一种创新且可转化的3D培养策略,能够显著提升造血干细胞基因治疗的安全性与有效性,尤其适用于需要长期植入和多克隆重建的临床场景。这一平台技术有望推动更多基因治疗从实验室走向临床应用。

https://doi.org/10.1016/j.stem.2025.12.016

制版人: 十一

参考文献

1. Naldini, L. (2015). Gene therapy returns to centre stage.Nature526, 351–360. https://doi.org/10.1038/nature15818.

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3. Piras, F., Riba, M., Petrillo, C., Lazarevic, D., Cuccovillo, I., Bartolaccini, S., Stupka, E., Gentner, B., Cittaro, D., Naldini, L., et al. (2017). Lentiviral vectors escape innate sensing but trigger p53 in human hematopoietic stem and progenitor cells.EMBO Mol. Med.9, 1198–1211. https://doi.org/10.15252/emmm.201707922 .

4. Leibowitz, M.L., Papathanasiou, S., Doerfler, P.A., Blaine, L.J., Sun, L.,Yao, Y., Zhang, C.Z., Weiss, M.J., and Pellman, D. (2021). Chromothripsis as an on-target consequence of CRISPR–Cas9 genome editing.Nat. Genet.53, 895–905. https://doi.org/10.1038/s41588-021-00838-7.

5. Conti, A., Giannetti, K., Midena, F., Beretta, S., Gualandi, N., De Marco,R., Carsana, E., Varesi, A., Tavella, T., Alessandrini, L., et al. (2025). Senescence and inflammation are unintended adverse consequences of CRISPR-Cas9/AAV6-mediated gene editing in hematopoietic stem cells.Cell Rep. Med.6, 102157. https://doi.org/10.1016/J.XCRM.2025.102157.

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